Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова
Москва, г. Москва и Московская область, Россия
Московский государственный университет имени М.В.Ломоносова
Москва, г. Москва и Московская область, Россия
Москва, г. Москва и Московская область, Россия
Казань, Республика Татарстан, Россия
Черноголовка, г. Москва и Московская область, Россия
Москва, г. Москва и Московская область, Россия
Московский государственный университет имени М.В.Ломоносова
Москва, г. Москва и Московская область, Россия
«Биоловушками», «биочистильщиками» или «биоскавенджерами» называют биологические объекты (ферменты, каталитические антитела), способные связывать и/или гидролизовать фосфорорганические соединения (ФОС). Их использование представляется наиболее эффективной альтернативой традиционным антидотам для нейтрализации или детоксикации ФОС. Введение биоловушек позволяет нейтрализовать молекулы токсиканта в кровотоке прежде, чем они достигнут своих биологических мишеней, обеспечивая тем самым защиту от отравления. Биоловушки первого поколения нейтрализуют молекулы ФОС, стехиометрически связываясь с ними. Была показана безопасность и эффективность бутирилхолинэстеразы (БХЭ) человека для защиты от отравлений ФОС. Однако стехиометрическая нейтрализация ФОС требует введения огромного количества дорогостоящих биофармацевтических препаратов. Каталитические биоловушки, которые гидролитически нейтрализуют ФОС, вводятся в гораздо меньшей дозе для достижения той же степени эффективности. Наиболее эффективными каталитическими биоловушками являются ферменты. Наиболее перспективными ферментами являются искусственные мутанты параоксоназы млекопитающих и бактериальных фосфотриэстераз. Однако активно продолжаются исследования других ферментов, таких как пролидазы, оксидазы, искусственных мутантов холинэстераз и карбоксилэстераз и каталитических антител. Поскольку ФОС являются псевдосубстратами холинэстераз (ХЭ), подробное описание механизмов ингибирования, деалкилирования и спонтанной реактивации фосфилированных холинэстераз критически важно для разработки мутантов ХЭ с высокой скоростью гидролизующих ФОС. В обзоре представлен анализ различных взглядов на механизмы взаимодействия холинэстераз с ФОС, обсуждаются возможные направления создания эффективных каталитических биоловушек на основе БХЭ и изменения механизма их действия по сравнению с нативным ферментом. Отдельный раздел посвящен влиянию мутаций как полиморфных вариантов, так и искусственных, на стабильность белковой молекулы БХЭ.
холинэстеразы, механизмы ингибирования, биоловушки
1. Aslanli A.G., Stepanov N.A., Senko O.V., Maslova O.V., Lyagin I.V., Efremenko E.N. The hexahistidine containing organophosphorus hydrolase enzyme and bacterial cellulose based functional materials. In IOP Conference Series: Materials Science and Engineering, 2019, 525 (1). P. 012005. IOP Publishing.
2. Асланлы А.Г., Маслова О.В., Сенько О.В., Ефременко Е.Н. Полифункциональный ферментный биопрепарат на основе гексагистидинсодержащей органофосфатгидролазы, действующий против бактериоза растений. Вестник биотехнологии и физико-химической биологии имени Ю.А. Овчинникова, 2017, 13. С. 13-17.
3. Aslanli A., Lyagin I., Efremenko E. Charges' interaction in polyelectrolyte (nano)complexing of His6-OPH with peptides: unpredictable results due to imperfect or useless concept? Int. J. Biol. Macromol., 2019, 140. Pp. 368–376.
4. Boroduleva A.Y., Wu J., Yang Q., Li H., Zhang Q., Li P., Eremin. S.A. Development of fluorescence polarization immunoassays for parallel detection of pesticides carbaryl and triazophos in wheat grains. Anal. Methods, 2017, 9 (48). Pp. 6814–6822.
5. Bravaya K.B., Bochenkova A.V., Grigorenko B.L., Topol I.A., Burt S.K., Nemukhin A.V. Molecular modeling the reaction mechanism of serine-carboxyl peptidases. J. Chem. Theory Comput., 2006, 2. Pp. 1168–1175.
6. Carletti E.N., Colletier J.-P., Dupeux F., Trovaslet M., Masson P., Nachon F. Structural evidence that human acetylcholinesterase inhibited by tabun ages through O-dealkylation. J Med Chem, 2010, 53. Pp. 4002–4008.
7. Grigorenko B.L., Novichkova D.A., Lushchekina S.V., Zueva I.V., Schopfer L.M., Nemukhin A.V., Varfolomeev S.D., Lockridge O., Masson P. Computer-designed active human butyrylcholinesterase double mutant with a new catalytic triad, Chem.-Biol. Interact., 2019, 306. Pp. 138–146.
8. Gudkov D.A., Lyagin I.V., Efremenko E.N., Kabanov A.V. Effect of dimerization on the catalytic properties of native and chimeric organophosphorus hydrolase determined by molecular modeling of the enzyme structure. Russian Chemical Bulletin, 2012, 1 (2), Pp. 449–455.
9. Gudkov D.A., Lyagin I.V., Verkhusha V.V., Efremenko E.N. Hybrid proteins with organophosphorus hydrolase activity and fluorescence of deGFP4 protein. Moscow University Chemistry Bulletin, 2011, 66 (2). Pp. 92–98.
10. Efremenko E., Lyagin I., Gudkov D., Varfolomeyev S. Immobilized biocatalysts for detoxification of neurotoxic organophosphorous compounds. Biocatalysis and Biotransformation, 2007, 25 (2–4). Pp. 359–364.
11. Ефременко Е.Н., Сенько О.В., Куц В.В., Аленина К.А., Холстов А.В., Исмаилов А.Д. Люминесцентный биокатализатор для определения токсикантов. Патент РФ на изобретение № 2394910, 2010.
12. Ефременко Е.Н., Завьялова Н.В., Лягин И.В., Сенько О.В., Гудков Д.А., Аксенов А. В., Степанов Н.А., Сироткина М.С., Спиричева О.В., Иванов Р.В., Лозинский В.И., Варфоломеев С.Д., Кондратьев В.Б., Холстов В.И. Способ биоразложения фосфорорганических соединений в составе реакционных масс, получаемых после химического уничтожения вещества типа VX. Патент РФ на изобретение № 2408724, 2009.
13. Еременко А.В., Прокопкина Т.А., Касаткин В.Э., Осипова Т.А., Курочкин И.Н. Планарные тиол-чувствительные сенсорные элементы для определения активности бутирилхолинэ¬стеразы и анализа её ингибиторов. Вестник Московского Университета. Серия 2. Химия, 2014, 55 (3). С. 174–179.
14. Efremenko E.N., Lyagin I.V., Klyachko N.L., Bronich T., Zavyalova N.V., Jiang Y., Kabanov A.V. A simple and highly effective catalytic nanozyme scavenger for organophosphorus neurotoxins. J. Control. Release, 2017, 247. Pp. 175–181.
15. Ефременко Е.Н., Лягин И.В., Завьялов В.В., Завьялова Н.В., Холстов В.И., Янковская А.А. Разрыв С-Р связи в фосфонатах под действием ферментных биокатализаторов. Теоретическая и прикладная экология, 2015, 3. C. 47–54
16. Ефременко Е.Н., Лягин И.В., Гудков Д.А., Степанов Н.А., Сенько О.В., Маслова О.В., Ковалёв Д.А., Завьялова Н.В., Холстов В.И., Янковская А.А. Комбинированное применение ферментного и бактериального биокатализаторов в процессах биодеструкции ФОВ и продуктов их разложения. Теоретическая и прикладная экология, 2015, (3). С. 35–39.
17. Eremenko A.V., Dontsova E.A., Nazarov A.P., Evtushenko E.G., Amitonov S.V., Savilov S.V., Martynova L.F., Lunin V.V., Kurochkin I.N. Manganese Dioxide Nanostructures as a Nov¬el Electrochemical Mediator for Thiol Sensors. Electroanalysis, 2012, 3. P. 573.
18. Ermakova I.T., Shushkova T.V., Sviridov A.V., Zelenkova N.F., Vinokurova N.G., Baskunov B.P., Leontievsky A.A. Organophosphonates utilization by soil strains of Ochrobactrum anthropi and Achromobacter sp. Arch. Microbiol., 2017, 199(5). Pp. 665–675.
19. Филимонов И.В., Янковская А.А., Кужелко С.В., Завьялов В.В., Завьялова Н.В., Голипад А.Н., Колесников Д.П., Ковтун В.А., Холстов В.И., Лягин И.В., Ефременко Е.Н. Исследования в сфере перспективного использования химико-биологических и медицинских биокаталитических технологий в интересах Вооруженных Сил. Вестник войск РХБ защиты, 2018, 2 (2). С. 18–50.
20. Hua X., Eremin S.A., Liu F., Wang M. Antibody Developments and Immunoassays for Organophosphorus Chemicals: A Review. Current Organic Chemistry, 2017, 21 (26). Pp. 2640–2652.
21. Liu Y., Liu R., Boroduleva A., Eremin S., Guo Y., Zhu G. A highly specific and sensitive fluorescence polarization immunoassay for the rapid detection of triazophos residue in agricultural products. Anal. Methods, 2016, 8 (36). Pp. 6636–6644.
22. Лягин И.В., Ефременко Е.Н., Варфоломеев С.Д. Ферментные биосенсоры для определения пестицидов. Успехи химии, 2017, 86. Pp. 339–355.
23. Lyagin I., Efremenko E. Theoretical evaluation of suspected enzymatic hydrolysis of Novichok agents. Catal. Commun., 2019, 120. Pp. 91–94.
24. Lyagin I.V., Andrianova M.S., Efremenko E.N. Extensive hydrolysis of phosphonates as unexpected behaviour of the known His6-organophosphorus hydrolase. Appl. Microbiol. Biotechnol., 2016, 100. Pp. 5829–5838.
25. Lyagin I., Efremenko E. Enzymes for Detoxification of Various Mycotoxins: Origins and Mechanisms of Catalytic Action. Molecules, 2019, 24. e2362, doi: 10.3390/molecules24132362.
26. Lushchekina S.V., Schopfer L.M., Grigorenko B.L., Nemukhin A.V., Varfolomeev S.D., Lockridge O., Masson P. Optimization of Cholinesterase-Based Catalytic Bioscavengers Against Organophosphorus Agents, Front. Pharmacol., 2018, 9. P. 211.
27. Makhaeva G.F., Rudakova E.V., Serebryakova O.G., Aksinenko A.Y., Lushchekina S.V., Bachurin S.O., Richardson R.J. Esterase profiles of organophosphorus compounds in vitro predict their behavior in vivo, Chem.-Biol. Interact., 2016, 259 (Pt B). Pp. 332–342.
28. Maslova O.V., Stepanov N.A., Grigoryeva A.I., Bruyako M.G., Efremenko E.N. New effective His6-OPH-containing mineral carriers pretreated by low-temperature plasma for destruction of organophosphates in different types of soil. International Journal of Pharmacy & Technology, 2016, 8. Pp. 27317–27333.
29. Maslova O., Aslanli A., Stepanov N., Lyagin I., Efremenko E. Catalytic characteristics of new antibacterials based on hexahistidine-containing organophosphorus hydrolase. Catalysts, 2017, 7 (9). P. 271.
30. Maslova O.V., Senko O.V., Stepanov N.A., Aslanli A.G.Q., Efremenko E.N. His6-OPH and its stabilized forms combating quorum sensing molecules of gram-negative bacteria in combination with antibiotics. Jundishapur J. Nat. Pharm. Prod., 2017, 12 (3). P. e63649.
31. Маслова О.В., Асланлы А.Г., Сенько О.В., Ефременко Е.Н. Возможности снижения минимальных ингибирующих концентраций пуромицина и цефтиофура при их сочетании с биопрепаратами на основе His6-OPH. Вестник Московского университета. Серия 2 Химия, 2018, 59. С. 439–444.
32. Masson P., Nachon F., Broomfield C.A. et al. A collaborative endeavor to design cholinesterase-based catalytic scavengers against toxic organophosphorus esters. Chem. Biol. Interact., 175 (2008). Pp. 273–280.
33. Masson P., Nachon F. Cholinesterase reactivators and bioscavengers for pre- and post-exposure treatments of organophosphorus poisoning, J. Neurochem., 2017, 142 Suppl 2. Pp. 26–40.
34. Mehta J., Dhaka S., Paul A.K., Dayananda S., Deep A. Organophosphate hydrolase conjugated UiO-66-NH2 MOF based highly sensitive optical detection of methyl parathion. Environ. Res., 2019, 174. Pp. 46–53.
35. Moralev S.N., Rozengart E.V. Comparative Enzymology of Cholinesterases, IUL Biotechnology Series La Jolla, CA (2007). 484 p.
36. Nechaeva N., Prokopkina T., Makhaeva G., Rudakova E., Boltneva N., Dishovsky C., Ere¬menko A., Kurochkin I. Quantitative butyryl¬cholinesterase activity detection by surface-en-hanced Raman spectroscopy. Sensors and Actu¬ators B., 2018, 259. Pp. 75–82.
37. Нельга И.А., Медвецкий И.В., Злобин А.В., Тре¬тьяков С.В., Шерстюк А.В., Костюченко И.В. Химическое оружие: история исследования фосфорорганических отравляющих веществ за рубежом. Вестник войск РХБ защиты, 2019, 3 (2). С. 175–193.
38. Nemukhin A.V., Lushchekina S.V., Bochenkova A.V., Golubeva A.A., Varfolomeev S.D. Characterization of a complete cycle of acetylcholinesterase catalysis by ab initio QM/MM modeling. J. Mol. Model., 2008, 14. Pp. 409–416.
39. Супотницкий М.В., Шило Н.И., Ковтун В.А. Химическое оружие в ирано-иракской войне 1980–1988 годов. 1. Подготовка Ирака к химической войне. Вестник войск РХБ защиты, 2019, 1 (3). С. 40–64.
40. Shushkova T.V., Vinokurova N.G., Baskunov B.P., Zelenkova N.F., Sviridov A.V., Ermakova I.T., Leontievsky A.A. Glyphosate acetylation as a specific trait of Achromobacter sp. Kg 16 physiology. Appl. Microbiol. Biotechnol., 2016, 100. Pp. 847–855.
41. Senko O., Gladchenko M., Maslova O., Efremenko E. Long-term storage and use of artificially immobilized anaerobic sludge as a powerful biocatalyst for conversion of various wastes including those containing xenobiotics to biogas. Catalysts, 2019, 9. P. e326, DOI: 10.3390/catal9040326.
42. Senko O., Stepanov N., Tyutyunov A., Sterlin S., Grinberg V., Makhlis T., Efremenko E. Intensification of organophosphorus hydrolase synthesis by using substances with gas-transport function. Appl. Sci., 2017, 7. P. e1305, DOI: 10.3390/app7121305.
43. Senko O., Maslova O., Efremenko E. Optimization of the use of His6-OPH-based enzymatic biocatalysts for the destruction of chlorpyrifos in soil. International journal of environmental research and public health, 2017, 14 (12). P. 1438.
44. Sviridov A.V., Shushkova T.V., Ermakova I.T., Ivanova E.V., Epiktetov D.O., Leontievsky A.A. Microbial degradation of glyphosate herbicides (Review). Appl. Biochem. Microbiol., 2015, 51 (2). Pp. 188–195.
45. Варфоломеев С.Д., Семенова Н.А., Быков В.И., Цыбенова С.Б. Кинетика химических процессов в мозге человека. Моделирование BOLD-сигнала при фМРТ исследовании. Доклады АН, 2019, 488 (2). С. 39–43.
46. Varfolomeev S.D., Semenova N.A., Ublinskiy M.V., Bykov V.I., Tsybenova S.B. fMRI and MR-spectroscopy in research on triggering and autostabilization of N-acetylaspartate. Chemical Physics Letters, 2019, 729. Pp. 84–91.
47. Wang P., Li H., Hassan M.M., Guo Z., Zhang Z.Z., Chen Q. Fabricating an Acetylcholinesterase Modulated UCNPs-Cu2+ Fluorescence Biosensor for Ultrasensitive Detection of Organophosphorus Pesticides-Diazinon in Food. J. Agric. Food Chem., 2019, 67. Pp. 4071–4079.
48. Завьялов В.В., Кужелко С.В., Завьялова Н.В., Ковтун В.А., Холстов В.И., Таранченко Ю.Ф., Сластилова Л.М., Ефременко Е.Н., Сенькилев А.П. Современные направления создания новых защитных материалов и тканей для средств индивидуальной и коллективной защиты от токсичных химикатов и клеток патогенов. Вестник войск РХБ защиты, 2019, 3 (3). С. 117–148.
49. Zhang H., Yang S., Ruyck K.D., Beloglazova N., Eremin S.A., Saeger S.D., Zhang S., Shen J., Wang Z. Fluorescence polarization assays for chemical contaminants in food and environmental analyses. Trends in Anal. Chem., 2019, 114. Pp. 293–313.
